MARC

 008260126s2025        us                              c    eng  d
■001000017359319
■00520260202105100
■006m          o    d                
■007cr#unu||||||||
■020    ▼a9798265410320
■035    ▼a(MiAaPQ)AAI32235948
■040    ▼aMiAaPQ▼cMiAaPQ
■0820  ▼a574
■1001  ▼aRoh,  Hee  Jin.
■24510▼aDevelopment  of  Chemical  Genomic  Tools  Using  DNA-Modifying  Enzymes  to  Profile  Chromatin  Structure  and  Regulatory  Elements
■260    ▼a[Sl]▼bHarvard  University▼c2025
■260  1▼aAnn  Arbor▼bProQuest  Dissertations  &  Theses▼c2025
■300    ▼a186  p
■500    ▼aSource:  Dissertations  Abstracts  International,  Volume:  87-05,  Section:  B.
■500    ▼aAdvisor:  Liau,  Brian  B.
■5021  ▼aThesis  (Ph.D.)--Harvard  University,  2025.
■520    ▼aChromatin  structure,  accessibility,  and  the  spatial  organization  of  DNA  within  the  nucleus  play  essential  roles  in  gene  regulation  and  contribute  to  cellular  heterogeneity.  There  is  also  growing  interest  in  understanding  how  genome  editing  affects  these  features.  Developing  new  genomic  tools  can  help  elucidate  this  complex  system,  and  DNA-modifying  enzymes  offer  powerful  biochemical  strategies  by  introducing  sequence  changes  that  can  be  captured  through  sequencing.  In  this  thesis,  I  develop  and  apply  novel  chemical  genomic  tools,  primarily  using  double-stranded  DNA  cytidine  deaminases,  to  advance  our  understanding  of  chromatin  structure  and  gene  regulation.  Chapter  1  provides  relevant  backgrounds  including  the  advantages  and  limitations  of  existing  methods.In  Chapter  2,  I  present  a  new  approach  that  we  developed  to  measure  chromatin  accessibility:  Targeted  Deaminase-Accessible  Chromatin  sequencing  (TDAC-seq).  Cis-regulatory  elements  regulate  gene  expression,  and  CRISPR-based  genome  editing  of  these  regions  has  enabled  breakthrough  gene  therapies  for  diseases  such  as  sickle  cell  disease.  Understanding  how  genome  editing  affects  chromatin  accessibility  is  crucial  for  elucidating  underlying  molecular  mechanisms.  However,  existing  technologies  that  simultaneously  perturb  and  map  cis-regulatory  elements  have  significant  limitations  in  detecting  endogenous  edits  and  linking  them  to  chromatin  accessibility  with  high  resolution  and  throughput.  TDAC-seq  addresses  this  by  using  variants  of  dsDNA  cytidine  deaminase  (DddA)  to  mark  accessible  regions  through  cytidine  deamination.  These  edits  are  detected  as  C•G-to-T•A  mutations  after  targeted  long-range  PCR  and  long-read  sequencing.  TDAC-seq  thereby  provides  single-molecule,  single-nucleotide  resolution  of  chromatin  accessibility  and  protein  footprints  across  target  regions.  Furthermore,  TDAC-seq  simultaneously  captures  chromatin  accessibility  and  CRISPR  edits  from  the  same  DNA  molecules,  and  we  combined  TDAC-seq  with  pooled  CRISPR-Cas9  and  adenosine  base  editor  screens  targeting  the  HS2  enhancer  of  the  β-globin  locus.  We  further  expanded  this  method  to  perform  a  large-scale  pooled  CRISPR  screen  targeting  an  enhancer  downstream  of  GFI1B  linked  to  myeloproliferative  neoplasm  risk  in  CD34+  hematopoietic  stem  and  progenitor  cells,  identifying  key  regulatory  motifs  of  this  enhancer.  These  results  highlight  the  scalability  and  resolution  of  TDAC-seq  for  fine-mapping  sequence-function  relationships  of  target  cis-regulatory  elements.Chapter  3  discusses  the  broader  utility  of  DddA-based  mutagenesis.  Because  DddA-induced  edits  are  PCR-compatible,  they  can  be  easily  combined  with  other  sequencing  strategies.  I  describe  additional  applications  that  we  have  explored,  as  well  as  those  reported  by  other  research  groups.  These  applications  include  recruiting  DddA11  to  single-stranded  DNA  regions  via  N3-kethoxal  labeling  to  mark  transcription  bubbles,  site-specific  labeling  of  chromatin-associated  factors  using  DddA  fusion  proteins,  and  integrating  DddA  mutagenesis  with  single-cell  sequencing  to  reveal  transcription  factor  footprints.  I  also  propose  several  future  directions  for  expanding  the  chemical  genomic  toolkit  using  dsDNA  deaminases,  emphasizing  their  versatility  for  probing  genome  structure  and  regulation.Appendix  A  describes  Lamina-Inducible  Methylation  and  Hi-C  (LIMe-Hi-C),  another  method  we  developed  that  jointly  measures  chromosome  conformation,  DNA  methylation,  and  lamina  positioning  by  fusing  the  GpC  cytosine  methyltransferase  M.CviPI  to  Lamin  B1.  This  GpC  methylation  signature  was  integrated  into  a  bisulfite  Hi-C  workflow  to  study  the  role  of  H3K27me3  at  the  boundaries  of  lamina-associated  domains  and  compartments.Overall,  this  thesis  demonstrates  multiple  approaches  for  using  DNA-modifying  enzymes  to  develop  novel  chemical  genomic  tools  for  studying  genome  structure.  These  new  tools  generate  unique  datasets  unachievable  through  existing  methods  and  provide  new  insights  that  advance  our  understanding  of  gene  regulatory  mechanisms.
■590    ▼aSchool  code:  0084.
■650  4▼aMolecular  biology
■650  4▼aBiochemistry
■650  4▼aGenetics
■650  4▼aChemistry
■650  4▼aCellular  biology
■653    ▼aChromatin  structure
■653    ▼aCytidine  deamination
■653    ▼aChemical  genomic  tools
■653    ▼aRegulatory  elements
■690    ▼a0307
■690    ▼a0487
■690    ▼a0369
■690    ▼a0379
■690    ▼a0485
■71020▼aHarvard  University▼bChemistry  and  Chemical  Biology.
■7730  ▼tDissertations  Abstracts  International▼g87-05B.
■790    ▼a0084
■791    ▼aPh.D.
■792    ▼a2025
■793    ▼aEnglish
■85640▼uhttp://www.riss.kr/pdu/ddodLink.do?id=T17359319▼nKERIS▼z이  자료의  원문은  한국교육학술정보원에서  제공합니다.

미리보기

내보내기

chatGPT토론

Ai 추천 관련 도서